3. DIAGNÓSTICO: Resolvamos el rompecabezas

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3. DIAGNÓSTICO: Resolvamos el rompecabezas


Artículo escrito por:

Jesús Salinas, Nieves Ortega, María Rosa Caro
Departamento de Salud Animal, Facultad de Medicina Veterinaria, Universidad de Murcia. 30100 Murcia, España.


Como sucede con todas las enfermedades abortivas infecciosas, el diagnóstico temprano es esencial para establecer medidas higiénicas-sanitarias y los tratamientos necesarios para limitar las consecuencias clínicas y económicas de la infección en los rebaños afectados.


Además, permitirá establecer los medios profilácticos o vacunales adecuados para evitar un aumento de los abortos en los siguientes años.


Diagrama que muestra los principales métodos utilizados en el diagnóstico de AEO

Figura 2: Diagrama que muestra los principales métodos utilizados en el diagnóstico de AEO en función de las muestras recogidas después de un brote de abortos.

 

Sin embargo, dado que los signos clínicos y epidemiológicos no son específicos, en la mayoría de los casos es fundamental recurrir al diagnóstico de laboratorio para confirmar casos de aborto debido a clamidia (Figura 2).
 

Signos clínicos y datos epidemiológicos
 

Los signos clínicos que muestran que un rebaño está afectado por AEO no son lo suficientemente claros para alcanzar un determinado diagnóstico de la enfermedad.
 

Hay otras enfermedades abortivas en pequeños rumiantes que pueden tener síntomas similares, como la fiebre Q, la brucelosis, el aborto paratífico o la toxoplasmosis, por lo que la única forma de elaborar un adecuado diagnóstico es la confirmación de laboratorio.
 

Diagnóstico de laboratorio: La única forma de confirmar


Los motivos mencionados anteriormente hacen necesario realizar un diagnóstico en el laboratorio, que puede ser directo a partir de los productos del aborto o indirecto a partir de las muestras de suero.


1. Elección de las muestras


Para llevar a cabo un diagnóstico directo, la muestra de elección es la placenta.


Muestras de sangre de animales que han abortado recientemente para el diagnóstico indirecto

Muestras de sangre de animales que han abortado recientemente para el diagnóstico indirecto

 

Deben incluir varios cotiledones y colocarse en bolsas de plástico estériles o fijarse en formol, dependiendo de los análisis solicitados (bacteriológicos, moleculares o inmunocitoquímicos).
 

La placenta es la muestra ideal para las técnicas de diagnóstico directo.


Si la placenta no está disponible, se pueden analizar las muestras tomadas del feto (bazo, hígado, contenido del abomaso o los pulmones), en estos casos sería adecuado recurrir a la obtención de frotis vaginales después del aborto, ya que la excreción del agente patógeno en secreciones es muy alta durante varios días o semanas.

 

frotis vaginales realizados en la primera semana después del aborto.

Diagnóstico directo: frotis vaginales recogidos a lo largo de la primera semana después del aborto.

 


Por otro lado, el diagnóstico indirecto se realiza en muestras de suero.


En este caso, es aconsejable que se tomen al menos 10 muestras de diferentes animales que hayan abortado en el mismo rebaño. Dado que el nivel de anticuerpos puede reducirse rápidamente, las muestras se deben tomar en las 8 semanas posteriores al pico máximo de abortos del rebaño.
 

Las muestras de suero deben extraerse de los animales en las 8 semanas posteriores al aborto.


En el caso de trabajar con sueros individuales de animales que hayan abortado debemos tomar dos muestras de sangre en el plazo de 15-20 días (suero equivalente), con el fin de comprobar si ha habido seroconversión.
 

2. Diagnóstico directo


Se trata de una serie de técnicas destinadas a detectar el agente infeccioso en las muestras patológicas, que incluye los siguientes métodos:
 

diagnóstico directo de AEO. Detección de Chlamydia abortus

Figura 3: Diagnóstico directo de AEO. Detección de C. abortus mediante:
A. Tinción de Stamp. B. Tinción de May-Grünwald-Giemsa. C. Inmunohistoquímica en un corte histológico D. Inmunofluorescencia.

 

  • Exploración bacterioscópica: Se trata de un análisis que permite la detección de C. abortus en laboratorios no especializados. Estos análisis incluyen las tinciones diferenciales tradicionales, como la de Stamp (Figura 3A) o May-Grünwald-Giemsa (Figura 3B) o, más recientemente, inmunofluorescencia directa (Figura 3D) o técnicas inmunoenzimáticas (Figura 3C) para la detección de antígenos, que son más específicos y sensibles si se utilizan anticuerpos monoclonales. Estas técnicas se realizan en cotiledones o frotis vaginales y son menos sensibles cuando se realizan en órganos fetales. Las muestras de cotiledones también pueden fijarse en formol e incluirse en parafina para la realización de técnicas inmunocitoquímicas en cortes histológicos.

 

  • Cultivo: Dado el carácter de microorganismo intracelular obligatorio, se requiere el uso de células vivas para su cultivo. El primer método utilizado para cultivar clamidia usó los sacos vitelinos de los embriones de pollo, que siguen utilizándose de forma habitual en muchos laboratorios. Sin embargo, el desarrollo de métodos de cultivo en líneas celulares se ha trasladado considerablemente a óvulos embrionarios. Las líneas celulares sensibles más usadas son McCoy, Vero, HeLa 229 o los fibroblastos L.

 

  • Técnicas moleculares: Las posibilidades de detección rápida y precisa de clamidia en muestras clínicas han mejorado en gran medida desde la introducción de métodos moleculares, especialmente técnicas de amplificación génica (PCR), que se pueden realizar en las mismas muestras, tanto frescas como congeladas, o incluso en muestras fijadas en formol. A diferencia de la PCR convencional, la PCR en tiempo real permite la cuantificación de la cantidad de clamidia que hay en la muestra.

 

La PCR es una técnica directa rápida y precisa.

 


3. Diagnóstico indirecto o serológico


El diagnóstico serológico de AEO es complejo por muchos factores, pero especialmente debido a la naturaleza latente de la infección, lo que significa que la seroconversión no se produce hasta después del aborto.


Además, los rumiantes también contraen infección por C. pecorum a menudo, en muchos casos de forma subclínica, pero induce la producción de cantidades de anticuerpos bajas, pero detectables.


Por estos motivos, este diagnóstico serológico debe formar parte obligatoriamente de un diagnóstico de grupo o de rebaño.


Se considera que el rebaño está afectado por una infección latente (o vacunado recientemente) cuando vemos tasas de anticuerpos iguales o ligeramente superiores al umbral de positividad de las técnicas utilizadas, y se considera que un rebaño está supuestamente exento cuando todos los sueros estudiados han proporcionado resultados inferiores al umbral establecido.


Los métodos más utilizados son los siguientes:
 

  • Prueba de fijación del complemento (CFT): Desde hace más de 50 años, la CFT ha sido la técnica más utilizada para el diagnóstico serológico de AEO, y también la recomienda la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE). Sin embargo, la CFT carece de especificidad debido al hecho de que el antígeno utilizado principalmente consiste en lipopolisacáridos (LPS), que son comunes a todas las especies de la familia de Chlamydiaceae, generando reacciones cruzadas con los anticuerpos producidos contra C. pecorum.

 

  • Técnicas inmunoenzimáticas de tipo ELISA: Esta es la técnica más utilizada en la actualidad. Es esencial utilizar kits comerciales que empleen antígenos recombinantes específicos de C. abortus relacionado con ELISA basado en POMP de 80-90 kDa, y descartar los que utilizan cuerpos elementales completos o LPS, ya que pueden dar lugar a reacciones cruzadas con las respuestas inducidas por C. pecorum.
     

La técnica indirecta de elección es ELISA.


Control y Prevención


Existen tres tipos de medidas para la prevención y el control de AEO:
 

  • Medidas generales relacionadas con la gestión, similares a las de cualquier proceso abortivo.
     
  • Tratamiento con antibióticos, como tetraciclinas, después de un brote de abortos.
     
  • Profilaxis vacunal, con dos tipos de vacunas disponibles en la actualidad; vacunas vivas atenuadas y vacunas inactivadas.

 

 

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BIBLIOGRAFÍA: 
 

Debido a la extensa bibliografía utilizada en la redacción de este artículo, las referencias no se han incluido en el texto. Si el lector desea obtener más información sobre cualquier aspecto de este monográfico, dirija sus preguntas a los autores a la siguiente dirección de correo electrónico: jsalinas@um.es

 


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